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SYBR Green I 熒光染料：SYBR Green I 能夠與雙鏈 DNA 結合，在游離狀態下，SYBR Green I 幾乎沒有熒光信號；當它與雙鏈 DNA 結合后，熒光信號會顯著增強。隨著 PCR 反應中雙鏈 DNA 的不斷合成，與 SYBR Green I 結合的量也逐漸增加，熒光信號強度與 PCR 產物的數量呈正相關，通過實時監測熒光信號強度，即可反映出目標核酸的擴增情況，從而實現對病毒核酸的定量分析。
TaqMan 探針：TaqMan 探針是一段與目標核酸序列互補的寡核苷酸，其 5' 端標記有報告熒光基團，3' 端標記有淬滅熒光基團。在 PCR 反應過程中，當引物延伸至探針結合位點時，Taq 酶的 5' - 3' 外切酶活性會將探針降解，使報告熒光基團與淬滅熒光基團分離，報告熒光基團發出的熒光信號不再被淬滅，從而產生可檢測的熒光信號。熒光信號強度同樣與 PCR 產物的數量相關，以此實現對目標核酸的定量檢測。
高靈敏度：能夠檢測到極低濃度的病毒核酸，可檢測到低至幾個拷貝的病毒 RNA 或 DNA，有助于早期病毒感染的診斷和研究，即使在病毒感染初期病毒載量較低時，也能準確檢測到病毒核酸的存在。
高特異性：試劑盒中包含的特異性引物和探針，經過精心設計和優化，能夠與目標病毒核酸序列特異性結合，有效避免與其他非目標核酸序列的交叉反應，確保檢測結果的準確性，減少假陽性結果的出現。
寬檢測范圍：可在較寬的濃度范圍內對病毒核酸進行準確定量，無論是低病毒載量樣品還是高病毒載量樣品，都能實現可靠的檢測和定量分析，滿足不同研究和檢測場景的需求。
操作簡便：試劑盒提供了完整的試劑和詳細的操作說明，實驗流程標準化，無需復雜的操作步驟和特殊的儀器設備，科研人員只需按照說明書進行操作，即可完成從樣本處理到結果分析的整個過程，大大提高了實驗效率。
穩定性好：各試劑組分經過嚴格的質量控制和穩定性測試，在推薦的儲存條件下，能夠保持良好的性能，確保不同批次的試劑盒檢測結果具有較高的一致性和重復性，為科研和臨床檢測提供可靠的保障。
兼容性強：適用于多種樣本類型，包括血清、血漿、組織勻漿、拭子提取物等，同時兼容不同品牌和型號的實時熒光定量 PCR 儀，方便科研人員根據自身實驗室條件進行選擇和使用。
試劑檢查：收到試劑盒后，檢查試劑盒包裝是否完好，確認各試劑組分是否齊全，包括反轉錄試劑、PCR 反應預混液、特異性引物、ROX 染料、陽性對照、陰性對照等。查看試劑的有效期，確保在有效期內使用。將試劑盒短暫離心（低速，如 2000 - 3000 rpm，離心 1 - 2 分鐘），使附著在管蓋上的試劑集中于管底。
樣本準備：
樣本采集：根據實驗目的和樣本類型，采用合適的方法進行樣本采集。如采集血清或血漿樣本時，需嚴格按照無菌操作規范進行靜脈采血，分離血清或血漿；采集組織樣本時，使用無菌器械獲取組織，并迅速放入液氮或 - 80℃冰箱中保存，避免樣本降解。
樣本處理：對于不同類型的樣本，需要進行相應的核酸提取處理。可使用 Qiagen 或其他品牌的核酸提取試劑盒，按照說明書的操作步驟提取病毒核酸。提取后的核酸樣本需進行濃度和純度測定，可采用超微量紫外分光光度計或熒光定量法進行檢測，確保核酸質量符合實驗要求。
儀器準備：準備好實時熒光定量 PCR 儀，確保儀器運行正常，按照儀器操作手冊進行預熱和校準。根據實驗需求，選擇合適的反應板和封板膜，將反應板放置在 PCR 儀的樣品槽中。
反轉錄反應（適用于 RNA 病毒檢測）：
配制反應體系：在無菌的 PCR 管中，按照以下比例配制反轉錄反應體系（以 20 μL 體系為例）：
5×QuantiTect Reverse Transcription Buffer：4 μL
QuantiTect Reverse Transcriptase Mix：1 μL
RNase - free Water：補至 14 μL
模板 RNA：適量（根據樣本核酸濃度調整，一般為 1 - 10 μL）
混合均勻：用移液器輕輕吹打或振蕩 PCR 管，使反應體系充分混合均勻，短暫離心（2000 - 3000 rpm，1 - 2 分鐘），使反應液集中于管底。
反應條件：將 PCR 管放入 PCR 儀中，設置反轉錄反應條件：42℃孵育 30 分鐘（進行反轉錄反應），95℃孵育 15 分鐘（滅活反轉錄酶）。反應結束后，將 cDNA 產物置于冰上或 - 20℃冰箱中保存備用。
實時熒光定量 PCR 反應：
配制反應體系：在無菌的 PCR 管或反應板孔中，按照以下比例配制 PCR 反應體系（以 20 μL 體系為例）：
2×QuantiTect PCR Master Mix：10 μL
ROX Reference Dye（根據 PCR 儀型號選擇合適濃度）：1 μL
上游引物（10 μM）：0.5 μL
下游引物（10 μM）：0.5 μL
cDNA 模板或 DNA 模板：適量（根據反轉錄產物或樣本核酸濃度調整，一般為 1 - 5 μL）
RNase - free Water：補至 20 μL
混合均勻：用移液器輕輕吹打或振蕩反應管或反應板，使反應體系充分混合均勻，短暫離心（2000 - 3000 rpm，1 - 2 分鐘），使反應液集中于管底。
封板：如果使用反應板，需使用封板膜將反應板密封，確保密封良好，防止反應過程中液體蒸發。
反應條件：將反應管或反應板放入實時熒光定量 PCR 儀中，設置 PCR 反應條件：
預變性：95℃，15 分鐘（激活熱穩定 DNA 聚合酶，使模板 DNA 變性）
循環反應：94℃，15 秒（變性）；55 - 60℃，30 秒（退火，根據引物的 Tm 值調整）；72℃，30 秒（延伸），進行 40 - 45 個循環
熔解曲線分析（可選，用于檢測 PCR 產物的特異性）：95℃，15 秒；60℃，1 分鐘；95℃，15 秒
啟動反應：確認 PCR 儀的參數設置無誤后，啟動 PCR 反應。在反應過程中，實時熒光定量 PCR 儀會實時監測熒光信號強度，并記錄數據。
數據查看：PCR 反應結束后，使用實時熒光定量 PCR 儀配套的數據分析軟件查看實驗數據。軟件會自動生成擴增曲線和熔解曲線（如果進行了熔解曲線分析），通過觀察擴增曲線的形狀和 Ct 值（循環閾值，即熒光信號達到設定閾值時的循環數），判斷樣本中病毒核酸的含量。
定量計算：根據標準曲線法或相對定量法進行病毒核酸的定量計算。
標準曲線法：使用已知濃度的病毒核酸標準品（如試劑盒提供的陽性對照或自行制備的標準品），進行梯度稀釋后，按照上述實驗操作步驟進行 PCR 反應，繪制標準曲線（Ct 值與標準品濃度的對數呈線性關系）。根據樣本的 Ct 值，在標準曲線上查找對應的核酸濃度，從而實現對樣本中病毒核酸的定量分析。
相對定量法：如果只需要比較不同樣本之間病毒核酸的相對表達量，可采用相對定量法。選擇一個內參基因（如 β - actin、GAPDH 等），同時對樣本中的內參基因和目標病毒核酸進行 PCR 反應，通過計算目標基因與內參基因的 Ct 值差值（ΔCt），以及不同樣本之間的 ΔΔCt 值，來分析目標病毒核酸在不同樣本中的相對表達變化。
結果報告：根據實驗數據和分析結果，撰寫實驗報告，詳細記錄實驗目的、實驗方法、實驗結果（包括樣本 Ct 值、病毒核酸濃度、定量分析結果等）以及實驗結論。確保實驗結果的準確性和可靠性，如有異常結果，需進行進一步的分析和驗證。
試劑保存：實驗結束后，將剩余的試劑按照要求保存于 - 20℃冰箱中，避免反復凍融。對于已開封的試劑，需盡快使用，并在使用前檢查試劑是否有變質或污染的跡象。
廢棄物處理：實驗過程中產生的廢棄物，如含有樣本、試劑的液體以及使用過的耗材等，應按照實驗室生物安全和化學廢棄物處理規定進行分類處理。對于含毒核酸的樣本和試劑，需進行高壓滅菌或化學消毒處理后，再進行丟棄，防止病毒傳播和環境污染。
試劑使用：
嚴格按照說明書要求的儲存條件保存試劑，避免試劑因儲存不當而失效。
使用前將試劑從冰箱中取出，置于室溫下解凍，并充分混勻，但要避免劇烈振蕩，防止產生氣泡。
試劑使用過程中，應使用無菌的移液器和吸頭，避免交叉污染。每次取試劑后，及時將試劑管蓋緊，放回冰箱保存。
樣本處理：
樣本采集和處理過程中，需嚴格遵守無菌操作規范，防止樣本被外源核酸污染，導致假陽性結果。
對于高致病性病毒樣本，需在生物安全實驗室中按照相應的生物安全等級進行操作，確保操作人員的安全。
樣本核酸提取過程中，要注意操作的準確性和穩定性，確保提取的核酸質量符合實驗要求。提取后的核酸樣本應盡快進行檢測，如需保存，可置于 - 80℃冰箱中，但避免多次凍融。
儀器操作：
實時熒光定量 PCR 儀需定期進行校準和維護，確保儀器的性能穩定和檢測結果的準確性。
在使用 PCR 儀前，檢查儀器的運行狀態，確保儀器的溫度、熒光檢測等功能正常。
反應板和封板膜需與 PCR 儀兼容，封板時要確保密封良好，防止反應過程中液體蒸發和污染。
實驗設計：
在進行實驗前，需合理設計實驗方案，設置足夠的重復樣本和對照樣本（如陽性對照、陰性對照、空白對照等），以確保實驗結果的可靠性和可重復性。
對于不同類型的病毒和樣本，需根據其特點和實驗需求，選擇合適的引物和探針，并進行預實驗，優化實驗條件。
安全防護：實驗過程中使用的試劑和樣本可能具有一定的生物危害性或化學毒性，操作人員需佩戴手套、口罩、護目鏡等防護裝備，在通風櫥中進行操作。如不慎接觸到試劑或樣本，應立即用大量清水沖洗，并根據情況進行相應的處理。
無擴增曲線：
原因：可能是引物或探針設計不合理、引物或探針濃度過低、模板核酸質量不佳、反應體系中存在抑制劑、PCR 反應條件不合適等。
解決方法：重新設計引物或探針，確保其特異性和有效性；適當提高引物或探針的濃度；重新提取樣本核酸，確保核酸質量；檢查反應體系中是否存在抑制劑，如樣本中可能含有蛋白質、多糖等物質，可通過純化核酸或稀釋樣本進行處理；優化 PCR 反應條件，如調整退火溫度、延伸時間等。
擴增曲線異常（如曲線斜率低、平臺期不明顯等）：
原因：可能是模板核酸濃度過高或過低、引物或探針濃度不合適、dNTPs 濃度不足、熱穩定 DNA 聚合酶活性下降、PCR 反應循環數設置不合理等。
解決方法：對模板核酸進行梯度稀釋，選擇合適的濃度進行實驗；調整引物或探針濃度；檢查 dNTPs 濃度，確保其充足；更換熱穩定 DNA 聚合酶；根據實驗需求，合理調整 PCR 反應循環數。
Ct 值偏大：
原因：可能是模板核酸濃度過低、引物或探針效率低、PCR 反應條件不合適、反應體系中存在抑制劑等。
解決方法：增加模板核酸的上樣量；優化引物或探針設計，提高其擴增效率；調整 PCR 反應條件，如提高退火溫度、延長延伸時間等；對樣本進行純化處理，去除抑制劑。
假陽性結果：
原因：可能是實驗過程中發生交叉污染、引物或探針特異性差、陽性對照濃度過高、PCR 反應條件過于寬松等。
解決方法：加強實驗操作的規范性，使用帶濾芯的吸頭，避免交叉污染；重新設計引物或探針，提高其特異性；降低陽性對照的濃度；優化 PCR 反應條件，提高反應的嚴謹性。
熔解曲線出現多個峰：
原因：可能是引物二聚體形成、非特異性擴增、模板核酸不純等。
解決方法：降低引物濃度，優化引物設計，減少引物二聚體的形成；調整 PCR 反應條件，提高反應的特異性；對模板核酸進行進一步純化處理，去除雜質。
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